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viernes, 17 de mayo de 2019

Hijos de Loki

El superfilo arqueano de Asgard


En la mitología escandinava Loki es el señor del caos. Es astuto y siempre intenta engañar o hacer daño a los otros dioses, aunque sus fechorías generalmente tienen arreglo - por ejemplo, le cortó las trenzas a Sif, la esposa de Thor, pero éste obligó a Loki a que las sustituyera por cabellos de oro trenzados por nibelungos. Pues bien, parece que el dios escandinavo está haciendo de las suyas en el terreno de la taxonomía bacteriana, y podría decirse que incluso ha hecho acto de presencia.

Ya hemos comentado en el blog que el llamado árbol de la vida está en constante revisión gracias a los numerosos estudios metagenómicos que se están realizando sobre las diversas comunidades microbianas del planeta. En el año 2015 el grupo liderado por Thijs Ettema analizó unos sedimentos provenientes de la chimenea hidrotermal conocida como "Castillo de Loki" en las profundidades del Océano Ártico. Allí encontraron unas secuencias que pertenecían a un nuevo filo de arqueas que fueron bautizadas convenientemente como Lokiarchaeota. Poco a poco se fueron encontrando otros filos relacionados y que fueron bautizados como Thorarchaeota, Odinarchaeota y Heimdallarchaeota. Como era de esperar al superfilo se le conoce como Asgard.

¿Y cuál es la importancia de este superfilo? Pues porque sus datos parecen apoyar la hipótesis del árbol con dos dominios de la vida (Bacteria y Archaea) parece que poco a poco se va imponiendo sobre la visión del árbol de los tres dominios (Bacteria, Archaea y Eukarya). Y si esos datos se confirman entonces todos los ecuariotas - desde los protozoos hasta nosotros, incluyendo plantas y hongos - se habrían originado a partir de los Lokiarchaeotas. A nivel de la Biología esto es como si te dijeran que John Snow no es el sobrino de la Khalessi, sino su tío. La interpretación de los datos metagenómicos que hacen en el grupo de Thijs Ettema les lleva a proponer un modelo de "flujo reverso" para explicar el origen de la endosimbiosis que dio lugar a los eucariotas. Veamos qué significa esto. Hasta ahora la hipótesis más aceptada para la endosimbiosis es la de que una antigua archaea con metabolismo anaerobio "integró" una bacteria capaz de metabolizar el oxígeno. Esta nueva quimera tendría una ventaja energética que le permitiría desarrollar una fisiología celular mucho más compleja. Pero el modelo de "flujo reverso" propone que el hospedador organotrófico arqueano se alimentaba de compuestos orgánicos y que sus desechos proporcionaban un flujo de electrones o de hidrógeno a su simbionte bacteriano que para aprovecharlos totalmente usaba el oxígeno como aceptor final de sus rutas metabólicas. Este tipo de asociaciones metabólicas entre dos microorganismos, en el que el desecho de uno es la comida del otro, no son raras en la naturaleza, y ésta debió derivar hasta una interacción tan íntima que se fusionaron ambas células.

Árbol filogenético basado en el análisis de 52 genes presentes en 144 taxas. Los Eucariotas aparecen más cercanos a las Heimdallarqueotas que a cualquier otro grupo. Fuente de la imagen: Spang et al 2019


Como suele pasar con todas las hipótesis científicas hay gente que se la cree y otros que no están convencidos en absoluto. El laboratorio de Patrick Forterre pertenece precisamente a ese grupo y han publicado un artículo refutando este modelo endosimbióntico afirmando que las muestras analizadas por el grupo de Ettema están contaminadas con genes eucariotas y que por ello sus árboles filogenéticos son producto de un artefacto. Para Forterre el árbol de la vida sigue teniendo tres ramas. Y en su apoyo ha acudido el microbiólogo Norman Pace, uno de los popes de la taxonomía bacteriana, que ha llegado a afirmar que algunos de los métodos estadísticos usados por Ettema son una "asunción estúpida". Lo dicho, Loki está haciendo de las suyas.

Pero afortunadamente en Ciencia lo del principio de autoridad no suele ser muy válido y por lo que se ve son más los científicos que creen que las evidencias que se van acumulando parecen favorecer el modelo de Ettema a los otros modelos. Esas evidencias no están basadas solo en el análisis metagenómico de secuencias. Ya comentamos en el blog que se miran otras cosas como por ejemplo la presencia de los llamados core-genes para la producción de proteínas, los genes que codifican para proteínas del citoesqueleto, o la organización y composición de las membranas biológicas. Este último aspecto que es conocido como la "división lipídica" es el que más apoya el árbol de tres ramas, ya que las membranas de bacterias y eucariotas son más parecidas entre si, que las membranas de arqueas y eucariotas. Pero resulta que la biología sintética ha venido a cerrar esa división lipídica. El año pasado el grupo holandés liderado por Arnold J. M. Driessen y John van der Oostc consiguieron "convertir" a la bacteria Escherichia coli en una arqueobacteria en lo que a su composición de membranas se refiere. Además, recientemente se han encontrado bacterias que son capaces de sintetizar lípidos arqueanos de manera natural.

¿Qué va a hacer falta para determinar quién tiene razón? Pues probablemente que alguien consiga crecer a una arquea asgardiana en el laboratario, preferentemente una Heimdallarqueota, pues parece que es el filo más cercano a los eucariotas según los últimos datos. Una vez aislada y crecida se podrá analizar y experimentar con ella. Por ahora lo que hay son imágenes de fluorescencia realizadas sobre muestras ambientales. Y lo que ha llamado la atención es que las células asgardianas tienen su ADN condensado en el centro de la célula, como si fuera un ¿núcleo? Estoy convencido que la saga asgardiana nos va a dar más de una sorpresa en los próximos años.

Heimdalarqueotas del Mar Negro marcadas con fluorescencia. En a se muestra la superposición de las imágenes b y c. La imagen b es la tinción con DAPI que tiñe el DNA. La imagen c es un CARD-FISH que tiñe las proteínas. Fuente de la imagen: Salcher et al. 2019


Bibliografía:

lunes, 13 de mayo de 2019

Terapia con fagos ¿a la centésima va la vencida?

Si le gusta la microbiología seguramente habrá oído hablar de la película "El doctor Arrowsmith". Dirigida en 1931 por John Ford, adapta la novela homónima escrita en 1925 por el premio Nobel Sinclair Lewis. Entre las distintas vicisitudes que le ocurren al microbiólogo protagonista está el descubrimiento de un bacteriófago que elimina las bacterias de forma rápida y eficaz, por lo que podría ser usado como una nueva terapia contra las infecciones bacterianas. Sin embargo su alegría se ve empañada cuando su mentor le informa que en Francia, el investigador Felix d’Herelle se le ha adelantado y ya ha publicado el mismo descubrimiento.


Entrada publicada en el blog Microbichitos. Para continuar leyendo clickea aquí.

sábado, 9 de marzo de 2019

La lógica del Cello



Poco a poco la Biología Sintética está tomando cuerpo como una disciplina que se va a poner al mismo nivel que la Bioquímica, la Genética o la Microbiología. Aunque algunos la han definido como una especie de Ingeniería Genética 2.0 en realidad la Biología Sintética es mucho más que eso. Podría ser definida como el uso de los principios de la Ingeniería para entender, diseñar y ensamblar componentes biológicos y conseguir nuevas utilidades y/o propiedades (*). Uno de los campos con mayor proyección es el desarrollo de circuitos genéticos para la programación celular. Hay que tener en cuenta que cualquier célula es capaz de tomar decisiones para responder a los cambios en su medio ambiente. Esa capacidad existe gracias a que las células poseen una serie de rutas que regulan el comportamiento de genes y proteínas. Ejemplo, si Escherichia coli detecta que hay lactosa en el medio activará la expresión de los genes que codifican para las enzimas necesarias para metabolizar ese azúcar. Es lo que conocemos como el operon lac, un circuito genético que ha sido desarrollado por la Evolución biológica.



Desde hace tiempo tenemos la capacidad tecnológica de construir circuitos genéticos para que las células respondan a las señales que nosotros pongamos en su entorno y así generar la respuesta metabólica que nosotros deseemos. Es decir, podemos rediseñar los sistemas biológicos naturales ya existentes para que hagan algo útil que nosotros queramos. Un paso más en la revolución biotecnológica actual. Evidentemente el primer paso para construir un circuito genético es diseñarlo. Hay varias formas de hacerlo pero una de las más sencillas es la descrita por el grupo liderado por Christopher A. Voight. En el 2016 publicó el artículo “Genetic circuit design automation” (DOI: 10.1126/science.aac7341) en el que se describía la web Cello (www.cellocad.org). Esta web es un entorno virtual en el que se aplican los principios del diseño de circuitos electrónicos basados en la lógica booleana para generar circuitos genéticos. Para ello usa un lenguaje de programación usado por los ingenieros electrónicos, el lenguaje Verilog, para el diseño de puertas lógicas del tipo NOT/NOR. Ese tipo de puertas lógicas tiene su equivalente biológico en los sistemas de proteínas represoras/activadoras de la transcripción. En el artículo además describían el desarrollo de una librería de "biobricks" que representaban a esas puertas lógicas y que podían ser interconectadas para formar el circuito genético que quisiéramos. Una vez diseñado el circuito genético el entorno Cello te proporciona la secuencia de DNA completa de dicho circuito, cómo debe diseñarse el plásmido donde clonar el circuito, los resultados esperados en el nivel de expresión de la proteína actuadora por número de células, etc. Todo listo para clonar en E. coli y que el circuito funcione. En el siguiente vídeo el propio Christopher A. Voight explica con detalle lo que hicieron.



Pues bien, este año he considerado que había que introducir algo más de Biología Sintética en el temario de la asignatura de Microbiología Industrial que se imparte en 2º curso del grado de Biotecnología de la UMH. Así que decidí que aprender a usar el entorno Cello podía ser una práctica de informática bastante interesante. Los resultados de la experiencia está comentada en el blog de la asignatura, aquí lo que voy a comentar es cómo me he manejado con dicho entorno y cuál es su potencial como herramienta para diseñar circuitos genéticos.

Como he dicho antes el entorno Cello utiliza el lenguaje de programación Verilog, y si uno se mira algo de dicho lenguaje lo primero que piensa es que no va a poder entenderlo. Sin embargo es más sencillo de lo que parece ya que en realidad los circuitos biológicos no son tan variados como los circuitos electrónicos así que uno puede hacerse unas "plantillas" con los programas que vienen descritos en el artículo de Voight (más abajo he puesto dos ejemplos). En dicho artículo se describen 45 circuitos genéticos distintos que han comprobado que funcionan in vivo. Lo siguiente que tiene que hacer el usuario de Cello es establecer las condiciones previas (en el entorno Cello se denominan UCF por “user constraints file”) como son el tipo de microorganismo que se va a usar, qué tipo de sensores va a disponer - ej: presencia/ausencia de arabinosa - y finalmente qué tipo de “actuador” - ej: expresión de Proteína Verde Fluorescente - está bajo el control del circuito genético que va a diseñarse. Una vez establecidas estas condiciones previas, se debe de establecer la llamada “tabla de la verdad” del circuito lógico. Esa tabla se introduce en la plantilla Verilog que le corresponda. Una vez hecho esto, el entorno Cello diseña automáticamente la secuencia de DNA que codifica para el circuito deseado. También hay que decir los problemas. El primero es que el servidor es bastante lento (lo cual es un problema para la realización de una práctica). El segundo es que el correo de asistencia técnica no funciona (o al menos a mí nunca me han respondido).

El trabajo del grupo de Voight no es interesante solo por el hecho de haber desarrollado el entorno Cello. Lo más interesante es que han conseguido aislar cada una de las "puertas lógicas genéticas" para que no se produzcan cortocircuitos. En un circuito electrónico es fácil aislar los diodos y los resistores y construir el circuito en dos dimensiones. La electricidad recorre el material conductor y ya está. Pero en los circuitos genéticos todos los componentes están en una dimensión y están hechos del mismo material (DNA y proteínas). En un ser vivo las señales de entrada/salida (inputs/outputs) no son electrones, son flujos de la RNA polimerasa. T las puertas lógicas NOT/NOR no son diodos o resistores, son genes, promotores, proteínas represoras, secuencias de unión de ribosomas, y se aíslan entre si gracias a terminadores de transcripción fuertes. De esa forma se puede intercambiar entre sí y así construir circuitos complejos. Algunos de ellos están compuestos por 10 reguladores y 55 partes y su funcionalidad es del 92% de lo predicho.

La Puerta NOR representada con el símbolo ANSI de la esquina superior izquierda, es una puerta lógica que implementa la disyunción lógica negada. Esto quiere decir que se comporta de acuerdo a la tabla de verdad mostrada debajo de dicho símbolo. En la parte inferior izquierda se muestra la programación en Verilog de dicha puerta. Nótese como están codificadas las entradas y las salidas (por ejemplo la entrada  "0,0" y salida "1" es la línea 2'b00: {out} = 1'b1; ). En la parte central se representa el diagrama electrónico en la parte superior y la disposición física CMOS en un circuito integrado. A la derecha se representa el circuito genético completo que codifica para la puerta NOR. Hay dos genes sensores, los represores LacI y TetR (arriba), la puerta NOR que consiste en el gen del represor PhlF bajo el control de los promotores Ptac y Ptet (centro) y el gen actuador o reporter (debajo) que consiste en una proteína fluorescente controlada por el promotor PPhlF. Los símbolos que aparecen siguen la normativa SBOL. Más detalles del funcionamiento en el texto.La imagen es una composición realizada a partir de material de la Wikipedia, del artículo de Voight et al. y del resultado del programa Cello


Vamos a ver como se construye una puerta NOR con un circuito genético. En la imagen de arriba está representado el circuito. Como vemos en la tabla de la verdad, la puerta NOR da un resultado de "1" cuando no hay ninguna entrada. Si hay alguna entrada, entonces la salida es "0". En el circuito biológico, los genes sensores son los represores LacI y TetR. Como vemos se están expresando constituitivamente luego esas proteínas siempre están presentes. En la situación "0,0" significa que no hay ningún estímulo y ambos represores se unen a los promotores Ptac y Ptet, impidiendo la transcripción del gen phlF que codifica para la proteína represora PhlF. Si nos fijamos ahora, el gen de la proteína YPF (Yellow Fluorescent Protein) está bajo el control del promotor PPhlF. Como no está reprimido, entonces la proteína YPF se está expresando y la bacteria brillará con luz amarilla (salida "1"). ¿Qué ocurre si hay un estímulo o entrada (situación "1,0")? es decir ¿qué ocurre si hay IPTG? Pues que el represor LacI queda inactivado y el promotor Ptac ahora puede ser usado por la RNApolimerasa para expresar el gen PhlF (basta con que haya un promotor libre para que el gen se exprese). Como ahora hay proteína represora PhlF, ésta se une al promotor PPhlF impidiendo la expresión de la proteína YPF, con lo cual la bacteria no brillará con luz amarilla (salida "0"). Lo mismo ocurre si añadimos tetraciclina (situación "0,1"), o ambos estímulos (situación "1,1"). Esta puerta NOR ahora puede ser considerada como un "biobrick" funcional.

Lo que puede hacerse es ir conectando varias de dichas puertas lógicas e ir creando circuitos genéticos cada vez más complicados. Pero claro, hay que evitar que los diferentes componentes de los circuitos - recordemos que son DNA y proteínas - se estén estorbando entre sí ya que todos ellos están dentro de la sopa que es el citoplasma de la célula. Ese es precisamente el mayor mérito que tiene el trabajo del grupo de Voight. Que han diseñado 60 circuitos con distintos "biobricks" y que han comprobado que 45 de ellos funcionan de la manera esperada. Y los "biobricks" que forman dichos circuitos funcionales han sido almacenados en una librería que es la que usa Cello para diseñar los circuitos genéticos que nosotros introduzcamos.

Cómo usar Cello. El primer paso consiste en realizar el programa con la "tabla de verdad" del circuito lógico en lenguaje Verilog. Después se añaden las condiciones previas o UCFs (genes sensores, genes actuadores, cepa de E. coli). El entorno Cello construye dicho circuito y a su vez lo transforma en una secuencia de genes utilizando para ello los "biobricks" que tiene en su librería. El programa te realiza una predicción de los resultados esperados indicando en que condiciones las células emitirán fluorescencia o no (gráficas de la derecha, líneas azules y rojas).Ahora solo queda construir el plásmido que lleva ese circuito e introducirlo en una cepa de E. coli que ya lleva los genes sensores y el gen actuador. El siguiente paso sería comprobar que efectivamente eso es lo que sucede al poner a dicha cepa de E. coli en las condiciones especificadas y ver si emite fluorescencia o no (gráficas de la derecha, curvas sólidas negras). Imagen realizada a partir de las figuras en el artículo de Voight et al.


Este trabajo permite simplificar el desarrollo de una manipulación de las redes genéticas basada en módulos. Es un gran avance, pero hay más cosas a tener en cuenta. Hace poco Victor de Lorenzo comentó en Twitter que uno de los cuellos de botella de la Biología Sintética es la implementación in vivo de este tipo de circuitos complejos es la mutación y la evolución. Recordemos que lo que estamos haciendo es manipular a un ser vivo para que haga algo que nosotros queremos, no para que ese ser vivo haga algo que le permita sobrevivir y reproducirse. Un circuito integrado de una placa base no muta o evoluciona. Siempre va a ser un semiconductor en una placa de plástico. En un ser vivo, la mutación y la evolución pueden alterar esos circuitos genéticos, sobre todo cuanto más complejos sean, de forma tal que al final la evolución nos va a derrotar y vamos a perder esa información que hemos introducido. Quizás una forma de evitar el problema sea usar "sistemas libres de células". Otra posible solución sea que algún ingeniero bioquímico diseñe una DNA-polimerasa hipermejorada que tenga una tasa de error inferior a la de 1 error por cada 10.000 nucleótidos (o mejorar todo el sistema enzimático dedicado a evitar los errores de copia) y usar esa hiiperDNApol en un chasis celular diseñado exclusivamente para alojar ese tipo de enzima. Lo cierto es que esto es una paradoja biotecnológica. La mutación y la evolución pueden ser el mejor amigo de la biotecnología ya que permite el desarrollo de nuevos caracteres o habilidades biológicas (ver simplemente el premio Nobel de Química de este año). Pero también es el peor enemigo de la biotecnología porque causa la pérdida de esas habilidades. Ya veremos que nos depara el futuro.

(*)Hay una serie de vídeos realizados por el EMBL sobre Biología Sintética en los que se pueden explorar los diversos campos en los que esta disciplina está involucrada

Plantillas para módulos de Cello.

Como he dicho más arriba, aquí dejo unas plantillas para diseñar módulos que puedan ser usados el entorno Cello. Basta sustituir el valor de los "0" por los valores de la tabla de verdad que deseamos para nuestro circuito (en la puerta NOR sería 1,0,0,0), copiar el programa y pegarlo en la ventana de Cello. También puede cambiarse la "A" por el nombre del módulo con el que queramos bautizar al programa (por ejemplo module NOR). He puesto dos plantillas .

Plantilla: 2 entradas, 1 salida

module A(output out1, input in1, in2);
always@(in1, in2)
begin
case({in1,in2})
2'b00: {out} = 1'b0;
2'b01: {out} = 1'b0;
2'b10: {out} = 1'b0;
2'b11: {out} = 1'b0;
endcase
end
endmodule


Plantilla: 3 entradas, 1 salida

module A(output out1, input in1, in2, in3);
always@(in1,in2,in3)
begin
case({in1,in2,in3})
3'b000: {out1} = 1'b0;
3'b001: {out1} = 1'b0;
3'b010: {out1} = 1'b0;
3'b011: {out1} = 1'b0;
3'b100: {out1} = 1'b0;
3'b101: {out1} = 1'b0;
3'b110: {out1} = 1'b0;
3'b111: {out1} = 1'b0;
endcase
end
endmodule

jueves, 31 de enero de 2019

¿Cómo eliminar a un enemigo interior?



La bacteria Salmonella enterica es un parásito intracelular. Eso quiere decir que penetra en la célula hospedadora, queda dentro de una vacuola y allí cumple todo su ciclo biológico alimentándose del hospedador hasta matarlo. Un "alien" microscópico en toda regla. Ser un parásito intracelular tiene una serie de ventajas, entre ellas que es más fácil escapar a la detección del sistema inmune y también que es muy difícil que los antibióticos lleguen hasta donde está la bacteria alojada. Pero también tiene un coste para la bacteria. Necesita una serie de genes que le permitan sobrevivir en el interior del hospedador. Si esos genes no funcionan, entonces el parásito no puede mantenerse dentro de la célula

Generalmente, cuando uno busca un nuevo antibiótico suele realizar un cribado (screening) en el que selecciona moléculas que interfieren con procesos o estructuras vitales de la bacteria. Por ejemplo, las penicilinas inhiben la síntesis de la pared celular destruyéndola, la estreptomicina inhibe la traducción de proteínas, las quinolona impiden la replicación del ADN, etc. Pero ahora hay una nueva estrategia, en lugar de buscar objetivos esenciales (essential targets) que maten a las bacterias, lo que se busca es inhibir objetivos secundarios, procesos o estructuras que no sean vitales para la bacteria pero sí que lo sean para su virulencia. Es decir, esos nuevos antibióticos lo que harían sería desarmar al patógeno por lo que no podría producir enfermedad y nuestro sistema inmune podría encargarse de él con mayor facilidad.

Esto es precisamente lo que se describe en un reciente artículo publicado en Nature communications. Han buscado compuestos que inhibían el crecimiento de S. enterica pero en el medio ambiente intracelular. Para ello han simulado unas condiciones similares a las de la vacuola en la que habita cuando infecta una célula hospedadora: pH ácido y con pocos iones disponibles; y al que han denominado medio LPM. En paralelo, también utilizaron un modelo de infección intracelular en macrófagos. A continuación lo que hicieron fue realizar una búsqueda de cuáles eran los genes que le permitían sobrevivir a esa bacteria en esas condiciones tan especiales. Así identificaron una serie de genes involucrados en determinadas rutas metabólicas y en la biosíntesis de las envolturas celulares. Una vez hecho esto comenzaron a buscar qué tipo de compuestos podrían afectar a las funciones codificada por dichos genes utilizando tanto el modelo de infección intracelular en macrófagos como el medio que emulaba el interior celular. De esa manera han identificado a la metergolina, una molécula que distorsiona a la membrana citoplasmática de la bacteria y que le impide sobrevivir en condiciones intracelulares.


Diagrama de flujo del cribado realizado para identificar sustancias antimicrobianas que afectasen al crecimiento intracelular de S. enterica en macrófagos y en un medio de cultivo que emulase dichas condiciones (LPM). Comenzaron analizando 1600 compuestos (cuadrados de colores de la izquierda) y en cada paso fueron refinando su búsqueda hasta quedarse con los compuestos más efectivos. Ver detalles en el texto. Fuente de la imagen: Ellis et al. 2019.



El cribado de compuestos se realizó de la siguiente manera. La primera etapa fue identificar entre una colección de 1600 compuestos cuáles interferían bien con la infección en macrófagos o bien con el crecimiento en el medio LPM. De esa manera encontraron 130 compuestos, 47 de los cuales funcionaban en ambos sistemas. A continuación determinaron cual era la potencia antimicrobiana de cada uno de esos compuestos y se quedaron con los ochenta mejores, aunque posteriormente descartaron cinco que tenían una concentración mínima inhibitoria (MIC) superior a 6,25 microMolar. Con los setenta y cinco compuesto que quedaban realizaron pruebas de citotoxicidad en macrófagos midiendo la cantidad de lactado deshidrogenasas (LDH) que era liberada al ser expuestas las células a dichos compuestos. Eso redujo el número de compuestos a cincuenta y tres. Tras reconsiderar los límites de las concentraciones mínimas inhibitorias concentraron sus esfuerzos en los quince compuestos más prometedores.

Comparación de los quince compuestos obtenidos en el cribado frente a la ciprofloxacina (localizada en el extremo derecho). Se midió la efectividad de inhibición del crecimiento intracelular de la bacteria dentro de macrófagos usando tres concentraciones distintas de cada compuesto. La metergolina es el tercer compuesto empezando por la izquierda. Fuente de la imagen: Ellis et al. 2019.


Esos quince compuestos fueron comparados con la acción antimicrobiana de la ciprofloxacina, el antibiótico de referencia en el tratamiento de las infecciones de S. enterica. De todos ellos, el que mejor comportamiento mostraba era la metergolina, un compuesto que se conoce como un psicoactivo perteneciente al grupo de los compuestos del ergot y del que no se sospechaba que pudiera tener actividad antimicrobiana. A continuación comenzaron a investigar su posible mecanismo de acción y encontraron que la metergolina lisaba afectaba a la integridad de la membrana citoplasmática. En determinadas concentraciones se alteraba el potencial de membrana, lo que afecta al estado bioenergético del a célula. Llegaron a medir que los niveles de ATP celular disminuína hasta diez veces después de la adición de metergolina al medio. En concentraciones más elevadas las células llegaban a lisar. Lo último que les quedaba comprobar era el potencial como antibiótico in vivo y para ello realizaron pruebas con ratones infectados con S. enterica comprobando que la administración de metergolina disminuía el número de bacterias presentes en los diferentes órganos y aumentaba la supervivencia de los ratones.


Metergolina. Fuente Wikipedia.


¿Qué viene ahora? Pues realizar unas cuantas pruebas más en modelos animales no solo con la metergolina, sino con derivados de la misma, y si se confirman los resultados realizar un ensayo clínico en humanos y así quizás dispongamos de un nuevo antibiótico en el futuro.