Lo que está debajo

¿Ha visto la película "Temblores"? Es una divertida película de terror con monstruos protagonizada por Kevin Bacon y Fred Ward. La historia se desarrolla en un pueblo perdido del desierto de Nevada que es asediado por unos gusanos gigantes que viven bajo tierra (como los gusanos de Dune). Los protagonistas tendrán que usar todo su (poco) ingenio para evitar ser devorados por los monstruos subterráneos.

Pues bien, parece que debajo de nuestros pies se esconde algo mucho más peligroso y no parece que le estemos haciendo caso. Se trata de los ARGs, las siglas de "Antibiotic Resistance Genes" o genes de resistencia a los antibióticos. El artículo "Vertical migration and leaching behavior of antibiotic resistance genes in soil during rainfall" describe cómo dichos genes pueden "viajar" a través del suelo gracias a la lluvia y de esa manera acabar contaminando las aguas subterráneas.

Los suelos están llenos de microbios, muchos de ellos son esenciales para la agricultura ya que descomponen sustancias orgánicas complejas en nutrientes más sencillos y de esa forma permiten a las plantas absorberlos. La fuente de muchos de esos nutrientes y microbios es el uso de estiércol compostado en los cultivos. Y muchas veces el estiércol proviene de animales que han sido tratados con antibióticos. Así que tenemos una presión de selección para que las bacterias que contenga ARGs estén presentes en gran número. Durante el proceso de compostaje esas bacterias pueden morir y liberar sus contenido, y aquí es donde empieza el problema. Los genes ARGs suelen estar en plásmidos (u otros elementos genéticos móviles), y los plásmidos son bastante estables. A primera vista, esto no parece un problema si los genes de resistencia se quedan en el suelo. Sin embargo, con cada evento de lluvia, estos ARGs se filtran hacia las capas más profundas del suelo, un proceso conocido como lixiviación, y pueden llegar a contaminar los acuíferos subterráneos. Además, en el camino esos ARGs pueden ser adquiridos por las bacterias presentes en el suelo, como Pseudomonas y Anaeromyxobacter, con lo que se incrementa la diseminación de las resistencias. 

Lixiviación (leaching) por lluvia (fuente de la imagen)

Los investigadores han estudiado durante un año lo que ocurre en diferentes suelos - calcáreo, neutro y ácido - de la provincia de Chongqing, una zona de China con clima monzónico subtropical. Los cultivos usados fueron cultivos rotatorios de maíz y repollo. Luego han utilizado cuatro tratamientos: sin fertilizar, fertilizante químico, fertilizante más estiércol y solo estiércol (el estiércol provenía de excrementos de pollo compostados). Finalmente tomaron muestras a tres profundidades: 20, 40 y 60 cm, que fueron analizadas mediante PCR cuantitativa para detectar los diferentes ARGs. Han  encontrado que hay varios factores que afectan a la diseminación de los ARGs. Por ejemplo, en los suelos ácidos hay una mayor migración y en los calcáreos menos. También han encontrado que los ARGs más comunes son los que protegen frente a los aminoglicósidos y a los beta-lactámicos, precisamente el tipo de antibióticos más usados.

El número promedio (A) y la abundancia normalizada (B) de ARGs y Elementos Genéticos Móviles (MGE) en el perfil del suelo y muestras de lixiviados en tres tipos de suelos bajo diferentes regímenes de fertilización recolectados durante eventos de lluvia durante todo un año. Las letras "A, B, C" del interior de las gráficas indican que hay diferencias significativas entre fertilizaciones. Las letras minúsculas "a, b, c, d" encima de las columnas indican  diferencias significativas entre muestras. Los números del eje X indican la profundidad de la toma de muestra (20, 40 y 60 cm). Las abreviaturas indican el tratamiento: CK-control, CF-fertilizante químico, CFM: mezcla fertilizante+estiércol, M: estiércol. Los colores indican el tipo de ARG detectado  (MLSB: macrólido-lincosamida-estreptogramina). Origen de la imagen: Zhang et al. 2024.

Los autores recomiendan que el uso del estiércol debería estar más controlado, sobre todo si proviene de animales tratados con antibióticos. Quizás un mayor tiempo de compostaje sea una solución para eliminar los ARGs y no poner en riesgo los acuíferos. Esperemos que la lección sea aprendida.

 

Reposicionando fármacos contra el neumococo

Anaqueles de una farmacia (origen de la imagen)

Cuando se habla de "reposicionamiento de fármacos" (drug repositioning) no nos estamos refiriendo a ordenar de manera distinta las pomadas, jarabes y pastillas que se pueden encontrar en los anaqueles de una farmacia. Consiste en utilizar un fármaco ya existente para tratar una enfermedad distinta para la que fue originalmente desarrollado. El reposicionamiento tiene una ventaja nada desdeñable. Como el fármaco ya se utiliza, eso significa que ha pasado una serie de ensayos clínicos por las distintas agencias regulatorias del medicamento como la EFSA o la FDA y que su seguridad para su uso clínico está certificada, por lo que lo único que queda por hacer es demostrar que ese fármaco es realmente efectivo contra la nueva patología, algo que abarata muchísimo los costes y aligera los trámites. Esto es especialmente interesante en el caso de la búsqueda de nuevos antibióticos. A pesar de la actual crisis por el incremento de infecciones por bacterias resistentes a los antimicrobianos, muchas compañías farmacéuticas no invierten en el desarrollo de nuevas moléculas debido a su poco atractivo económico. E incluso algunas de las más grandes están abandonando la investigación en dicho campo.

Ya hemos hablado antes de la bacteria patógena Streptococcus pneumoniae y de los diferentes esfuerzos que se están haciendo para combatir a este patógeno. Bueno, pues ahora le ha llegado el turno de probar con el reposicionamiento de fármacos. Se ha usado una colección de moléculas denominada Prestwick® Chemical Library que contiene 1200 moléculas con licencia de uso farmacológico y en las cuales la patente ha expirado. Los 1200 compuestos fueron usados a una concentración de 50 micromolar y 0,5% DMSO en cultivos del neumococo dispuestos en placas de 96 pocillos. Tras cuatro horas de cultivo se observó la densidad óptica de los pocillos. En 161 cultivos se observó una disminución de la turbidez mayor del 60% comparados con el cultivo control que solo contenía DMSO al 0,5%. En la figura inferior esos compuestos están representados por todos los círculos que superan la línea horizontal. A continuación, se seleccionaron aquellos compuestos que eran capaces de provocar una disminución del 50% de la densidad óptica del neumococo en cualquier fase de crecimiento. De esa forma se descartaron nueve compuestos y quedaron 152 que fueron clasificados según su actividad descrita anteriormente en la bibliografía (gráfico circular de la derecha en la imagen inferior) De ellos, 121 fueron descartados pues ya habían sido descritos como fármacos con potencial antibacteriano (círculos grises en la gráfica de la izquierda). Los 31 compuestos restantes pertenecían a diferentes categorías farmacológicas y no habían sido descrito como compuestos antimicrobianos (círculos rojos en la gráfica de la izquierda).

El siguiente paso fue probar la efectividad de los compuestos a diferentes concentraciones - 0,1, 1, 5 y 25 micromolar - para así quedarnos con los más efectivos. En esta etapa solo 24 de ellos mostraron actividad a 25 micromolar y de ellos, solo 7 inducían una disminución de la viabilidad entre el 90 y el 99% con respecto a los cultivos control. Dichos compuestos aparecen en la siguiente figura.

Salta a la vista que seis de ellos tienen un parecido estructural evidente por lo que posiblemente su mecanismo de acción sea muy parecido. Esos seis compuestos son aminas terciarias/cuaternarias alifáticas con un anillo fenólico y con un marcado carácter hidrofóbico. Estos compuestos presentan carga positiva a pH fisiológico, lo que unido a su hidrofobicidad podría indicar que su mecanismo de acción fuera a través de la perturbación de la membrana celular neumocócica a través de la interacción iónica con la cabeza polar cargada negativamente de los fosfolípidos, junto con la interacción hidrofóbica con las cadenas de ácidos grasos. Para comprobar dicha hipótesis se realizó un ensayo que consistía en añadir cada uno de los compuestos a un cultivo de neumococo en presencia de la sonda fluorescente SYTOX Green. Si la membrana de la bacteria está intacta, el fluoróforo permanece fuera de la célula y no hay fluorescencia. Pero si la membrana está dañada, el fluoróforo entra y se une al DNA con lo que las células presentan una fluorescencia verde muy marcada. Como control positivo se utilizó el detergente Tritón X-100, que permeabiliza totalmente a las células. En la siguiente figura tenemos los resultados (la flecha indica el momento en el que se añade el compuesto).

Como puede verse las seis aminas provocan la permeabilización de la membrana del neumococo en mayor o menor medida. Esa permeabilización quizás induzca la autolisis del neumococo por la liberación de las autolisinas, aunque puede haber otros mecanismos involucrados, por ejemplo, la interacción con canales iónicos, ya que algunos de esos compuestos son medicamentos que presentan dicha actividad. El único compuesto que no provoca la permeabilización de la membrana es la mitoxantrona, una antraciclina sintética usada como antineoplásico, y que evidentemente tiene un mecanismo distinto de actuación sobre neumococo. Está descrito que las antraciclinas actúan intercalándose en la doble hélice del DNA gracias a su estructura planar, lo que causaría el bloqueo de las topoisomerasas y por lo tanto impediría la replicación y la transcripción.

¿Cuál es el siguiente paso? Una opción puede ser estudiar si hay efectos sinérgicos entre estas moléculas o con otros antibióticos ya descritos. Otra es intentar modificarlas para conseguir nuevos compuestos con mejores propiedades antibacterianas. Lo cierto es que tenemos que seguir estudiando para evitar que el aumento de las resistencias provoque que nos quedemos sin antibióticos en un futuro que esperemos sea lejano.

Artículo:

Laura Ortiz-Miravalles, Manuel Sánchez-Angulo, Jesús M. Sanz y Beatriz Maestro. Drug Repositioning as a Therapeutic Strategy against Streptococcus pneumoniae: Cell Membrane as Potential Target. International Journal of Molecular Sciences. 2023, 24(6), 5831; https://doi.org/10.3390/ijms24065831.

Un panal de antibiótico

La microscopía de fuerza atómica (AFM por sus siglas en inglés) es una de las herramientas más potentes en el estudio de las superficies de cualquier material. Así que no debe de sorprendernos que haya sido usada en el estudio de las envolturas virales y de las membranas biológicas. Una de sus grandes ventajas es que permite estudiar a las muestras biológicas in vivo y en tiempo real, por lo que pueden observarse fenómenos dinámicos como puede ser la división celular o el efecto de un antibiótico.

 
Eso es lo que han hecho en el grupo de Sebastian Hiller con la polimixina, un antibiótico con una estructura peculiar. En realidad sería más correcto hablar de "polimixinas", ya que hay diferentes tipos dependiendo de su composición. Una de las polimixinas más estudiadas es la E, también conocida como colistina, y cuya estructura se muestra abajo. Contiene diez aminoácidos, seis de los cuales son ácido 2,4-diaminobutírico, por lo cual tiene numerosas cargas positivas a pH 7. Siete de esos aminoácidos forman un anillo y los tres restantes forman una especie de cola. Es un polipéptido que no es sintetizado por ribosomas, sino por enzimas llamadas sintetasas que operan de manera secuencial engarzando los aminoácidos. Las últimas etapas son la ciclación y luego la adición posterior de un ácido graso.  

Estructura de la Polimixina E (Fuente: Wikipedia)

 

Las polimixinas son producidas por bacterias Gram positivas como Paenibacillus polymixa y su diana molecular es la membrana externa de las bacterias Gram negativas como Escherichia coli o Pseudomonas aeruginosa, aunque también puede afectar a la membrana citoplasmática. Está considerada como un antibiótico de último recurso para el tratamiento de infecciones por bacterias multirresistentes. Se asumía que las polimixinas actuaban como una especie de detergente que actuaba de la siguiente manera. Primero la parte ciclada se unía al lipopolisacárido (LPS) de la membrana externa. Tras la unión, la cola hidrofóbica se integraría en la membrana provocando la desorganización de misma. Sin embargo había una serie de datos que parecían indicar que la polimixina actuaba de una forma distinta, como por ejemplo, que la concentración efectiva del antibiótico que se observa en suero no era lo suficientemente alta como para tener ese efecto detergente. 

Ese es el hueco que han conseguido rellenar con el artículo de Hiller. Para ello han usado a E. coli para preparar vesículas de membrana externa conteniendo LPS. Después han cogido esas vesículas y las han dispuesto sobre una superficie plana de mica. En esas condiciones las vesículas se disponen como un parche circular de unos 100 a 300 nanómetros. Si se observa con el AFM lo que se ve es una superficie lisa. Posteriormente añadieron la polimixina B a una concentración de 1 mg por litro. Lo que observaron es que en los parches se formaban unas estructuras laminares con un patrón de celdillas hexagonales. Esos "panales" sobresalen entre 1 a 1,2 nm sobre la superficie del parche de membrana y cada una de las celdillas que lo componen tiene una longitud de 10 nm.

 

Fotografía de parches de membrana externa antes (izquierda) y después de añadir polimixina E (derecha). Las barras de tamaño son de 200 nm en las fotos no ampliadas y de 20 nm en los zoom. Fuente Manioglu et al. 2022.

A continuación realizaron una serie de diversos experimentos para confirmar el resultado. En uno usaron una cepa resistente a polimixina cuyo LPS está alterado y presenta una reducción de su carga negativa con respecto al LPS presente en las cepas silvestres, por lo que el antibiótico no se une de manera eficiente. En ese caso lo que encontraron es que no se formaban las estructuras hexagonales y los parches mantenían la superficie lisa. En otros lo que hieron fue alterar químicamente el LPS y observaron que las estructuras laminares se alteraban. También comprobaron que dichas estructuras laminares se alteraban si lo que modificaban era la molécula de polimixina. Todos esos datos les llevaron a concluir que la polimixina no interacciona inespecíficamente con el LPS, sino que esas interacciones son muy específicas y han sido modeladas por la evolución. La unión de la polimixina disminuye el grosor, pero aumenta el área y la rigidez de la membrana externa, debilitándola y causando su ruptura. El modelo que proponen para explicar la acción de la polimixina es el siguiente.

 

Mecanismo de acción de la polimixina. Ver detalles en el texto. Fuente Manioglu et al. 2022. 

En primer lugar la polimixina interacciona electrostáticamente con el LPS de la membrana externa (1) . Posteriormente se forma la estructura cristalina hexagonal incrementándose la superficie de la membrana. Aunque esta estructura sobresale sobre la superficie, el groso de la membrana disminuye y además aumenta su rigidez (2). Estas alteraciones conducen a la formación de protusiones en la membrana (3a) y finalmente a su rotura (3b) causando la liberación del contenido periplásmico y que la polimixina pueda llegar al interior. Las alteraciones van progresando hasta llegar a la membrana citoplasmática, lo que causa la muerte de la bacteria. 

Como bien dicen en el artículo, han visto lo no visto. La AFM ha permitido conocer a escala nanométrica no solo la manera en la que la polimixina actúa, sino también cómo funciona un determinado mecanismo de resistencia. Algo muy importante en la actual lucha contra las bacterias multirresistentes.

Esta entrada ha sido traducida al inglés y publicada en el blog Small Things Considered.

Referencias bibliográficas

• Paiva, T.O., Viljoen, A. & Dufrêne, Y.F. Seeing the unseen: High-resolution AFM imaging captures antibiotic action in bacterial membranes. Nat Commun 13, 6196 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-33839-z
• Manioglu, S., Modaresi, S.M., Ritzmann, N. et al. Antibiotic polymyxin arranges lipopolysaccharide into crystalline structures to solidify the bacterial membrane. Nat Commun 13, 6195 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-33838-0

Si se resiste, reestructurate

 

Ya hemos comentado en varias ocasiones el creciente problema del aumento de las resistencias a los antibióticos y también de los diferentes abordajes que se están llevando a cabo para afrontarlo.

Uno de esos abordajes es “mejorar” las moléculas de antibióticos que ya se conocen, modificándolas de manera que sean mucho más eficientes y/o que no se vean afectadas por los mecanismos de resistencia. El grupo dirigido por Andrew G. Myers de la Universidad de Harvard ha seguido dicha estrategia con las lincosamidas. Esta clase de antibióticos bacteriostáticos inhiben la traducción de las proteínas al unirse a la subunidad 50S y bloquear la actividad peptidil-transferasa, siendo la clindamicina el antibiótico más usado de las lincosamidas. Este tipo de antibacterianos son muy efectivos frente a las bacterias Gram-positivas, pero no funcionan frente a las Gram-negativas (se desconoce el porqué de esa insensibilidad).

Lo que han hecho los investigadores es desarrollar una plataforma para producir una gran cantidad de nuevos análogos sintéticos. La molécula típica de lincosamida tiene dos módulos o “hemisferios”: un aminoácido y un aminoazúcar. Cada uno de esos módulos puede ser modificado de diferentes maneras, creando una gran diversidad de análogos. Además, contaban con los datos de cristalografía de rayos X de la estructura de ribosomas a los que se le habían unido diferentes lincosamidas.

Estructura de la clindamicina (a) y la iboxamicina (b). Nótese los dos "hemisferios": el aminoazucar en la parte superior y el aminoácido en la inferior. Origen de la imagen: Micheltree and Myers.

Tras probar la actividad antimicrobiana de más de 500 análogos de lincosaminas lo que han encontrado es que si se introduce un anillo de siete átomos en el módulo aminoacídico se incrementa muchísimo tanto la potencia como el espectro antibiótico. El compuesto más prometedor que han encontrado es la iboxamicina, que es incluso capaz de ser efectiva frente a bacterias Gram-negativas como Escherichia coli o Acinetobacter baumannii. Por cristalografía han encontrado que el mecanismo de acción de la iboxamicina es unirse al centro activo del ribosoma bloqueando la colocación del aminoacil-tRNA entrante. Por eso es mucho más potente que la clindamicina.

La iboxaminica (IBX) unida al centro activo del ribosoma de Thermus thermophilus (a). La subunidad 30S (amarillo claro), la 50S (gris), el mRNA (magenta), el t-RNA en el sitio A (verde), el t-RNA en el sitio P (azul oscuro) y el t-RNA en el sitio E (naranja). En la parte inferior (b) se muestra con más detalle las interacciones de la ibozamicina con el 23S-rRNA dentro del centro de la peptidil transferasa (PTC). Origen de la imagen: Micheltree et al. 2021.   

Pero además la iboxamicina es eficiente frente a cepas que son resistentes a la clindamicina. El mecanismo de resistencia se basa en la modificación de la diana del antibiótico. Las cepas resistentes expresan los genes erm, que codifican para unas enzimas que metilan un nucleótido del centro activo del ribosoma de forma que la clindamicina no puede unirse. Pero esa modificación no afecta a la unión de la iboxamicina que es capaz de desplazar al nucleótido modificado para poder entrar en el centro activo.

Los autores destacan que estos resultados no podían haberse previsto a partir del conocimiento previo de la estructura molecular del ribosoma y de los distintos compuestos sintetizados. Se han encontrado gracias a una investigación sistemática de la actividad de dichos compuestos. En el futuro lo que se plantea es investigar el porqué la iboxamicina es efectiva frente a las Gram-negativas y la clindamicina no. Las bacterias Gram-negativas tienen membrana externa y en base al peso molecular o la hidrofobicidad, la iboxamicina no debería poder entrar si la clindamicina no lo hace. Pero parece que no es así. Y por supuesto, todavía hay que desarrollar numerosos ensayos en modelos animales antes de considerar usar a la iboxamicina en ensayos clínicos con humanos y que llegue a desarrollarse como medicamente. Pero este es el primer paso.

 

Texto elaborado a partir del artículo: Bacterial drug resistance overcome by synthetic restructuring of antibiotics

https://www.nature.com/articles/d41586-021-02916-6

Combatir el fuego con el fuego

Si conoce a alguien que no se crea la teoría de la Evolución por Selección Natural de Darwin lo mejor que puede hacer es enseñarle el vídeo de arriba. Muestra como una bacteria como Escherichia coli es capaz de volverse resistente a un antibiótico en tan solo 11 días. En todas las poblaciones siempre hay mutantes. Y si hay una presión de selección en el medio ambiente, los que van a sobrevivir son aquellos que puedan aguantar esa presión. Y si sobrevives te reproduces, así que al final toda la población se vuelve resistente. Si se incrementa la concentración de antibiótico, el proceso puede volver a repetirse y volvemos a acabar con una población resistente.

Proceso que explica la aparición de resistentes que se ve en el vídeo del principio

No es la única forma de evolucionar que tienen las bacterias. En palabras de Ignacio Lopez-Goñi, las bacterias no tienen sexo, pero son muy promiscuas. Los fenómenos de transferencia horizontal (la transformación, la transducción y la conjugación) permiten que las bacterias puedan integrar información genética de otras bacterias. Si esa información genética codifica para un mecanismo de resistencia a los antibióticos, entonces se vuelven resistentes en un solo paso.

Bueno, pues esto es un problema para nosotros, porque estamos compitiendo contra la Selección Natural cuando queremos desarrollar nuevos antibióticos frente a las bacterias patógenas. Es una auténtica carrera de armamentos evolutiva: los humanos desarrollan un antibiótico frente al cual se desarrolla una resistencia, frente a la cual desarrollamos un nuevo antibiótico, frente al cual... etc. Y en este tipo de carrera parece que por ahora vamos perdiendo. ¿Se puede hacer algo para evitar quedarnos sin antibióticos?

Por ahora se han intentado diversos abordajes para intentar paliar dicha situación. Por ejemplo, buscar antibióticos para los cuales sea difícil que aparezca una resistencia. Predecir nuevos blancos moleculares y utilizar el llamado diseño racional de antibióticos. Sin embargo, los éxitos no han sido tantos como se esperaban. Así que todavía nos seguimos estrujando la cabeza para encontrar una solución al problema.

Kristofer Wollein Waldetoft, James Gurney, Joseph Lachance, Paul A. Hoskisson y Sam P. Brown proponen un nuevo abordaje: utilizar el propio proceso de la evolución bacteriana para generar nuevos antibióticos frente a las resistencias a los antibióticos. Para realizarlo proponen un nuevo procedimiento expetimental: el productor del antibiótico debe de competir por los recursos contra la bacteria objetivo en un medio estructurado. En la figura de abajo, el productor es de color y la bacteria objetivo es siempre de color negro. Teóricamente, si se consigue un mutante productor de un compuesto que mate a la bacteria negra, tendrá una ventaja selectiva. Si aparecen mutantes que sean mejores "asesinos" lo que debe pasar es que la densidad de la bacteria negra debe de disminuir en el tiempo. El sistema se debe de poder ajustar para tener mayores niveles de resistencia y así encontrar mejores productores de antibióticos.

Propuesta de diseño experimental para hacer evolucionar a productores de nuevos antibióticos. Más detalles en el texto. Origen de la imagen: Waldetoft et al. 

Los autores proponen un procedimiento y a su vez realizan una previsión de futuros problemas. En primer lugar se necesita usar un microoganisms cultivable y con un genoma que pueda dar lugar a una variación genotípica y fenotípica relevante. Proponen usar sobre todo a miembros de las Actinobacterias, ya que hay precedentes de evolución de producción antibiótica en ese grupo y porque su genoma está lleno de clusters genómicos que codifican para posibles sustancias antimicrobianas. En segundo lugar, el microorganismo objetivo debe de tener un mecanismo de resistencia relevante y debe de interactuar antagónicamente con el productor. Las observaciones podrían verse favorecidas si ese microorganismo pudiese ser marcado con fluorescencia y si tuviese una temperatura máxima de crecimiento inferior a la del microorganismo productor. En tercer lugar se debe de utilizar un medio que permita las interacciones antagónicas entre el productor y el objetivo y que además no permita una fácil difusión de las células. Esto último podría permitir la evolución de la producción de "antibióticos por el bien común" entre diferentes agrupamientos celulares. Además, el soporte material del medio debería licuarse a una temperatura inferior a la temperatura máxima del microorganismo productor y solidificar por debajo de la temperatura del organismo objetivo.

¿Cómo funcionaría el sistema? En cuatro etapas.
1.- Se permitiría que el microorganismo productor se adaptara al medio y las condiciones de crecimiento sin la presencia del microorganismo objetivo
2.- Cocultivar al productor y al microorganismo objetivo. Medir la fluorescencia para determinar el nivel de inhibición en el crecimiento de este último
3.- Calentar o licuar el medio para matar a la bacteria objetivo pero no al productor. Agitar para romper los agrupamientos celulares y así mezclar la población de productores. Una alícuota conteniendo suficientes células del productor se debe de transferir para cocultivar con nueva bacteria objetivo. Se inicia así una nueva ronda de selección y se vuelve a medir de nuevo la fluorescencia.
4.- Si la disminución de fluorescencia es mayor que en la anterior etapa, analizar la población productora para encontrar qué es lo que ha producido esa mayor mortalidad (ejemplo: hiperproducción de una sustancia, nueva sustancia producida, etc.)

Sobre el papel pinta bien, pero pueden encontrarse con diversos problemas. Por ejemplo, que el microorganismo productor no se adapte bien al medio. O que aunque se produzca un antibiótico, se haga en condiciones subóptimas y no pueda ser detectado. O que los diferentes "mutantes" del productor compitan entre sí, antes de que compitan con el microorganismo objetivo. En total hacen referencia a una docena de posibles problemas. Pero algo me dice que más de un grupo de investigación se ha puesto a trabajar y pensar en como llevar a cabo ese diseño experimental o uno parecido. Ya veremos.

Siete bioprocesos microbianos para ayudar al planeta

Planeta Microbiano (origen de la imagen)

El título de esta entrada es la traducción del que aparece en el reciente artículo que ha publicado el investigador Victor de Lorenzo. En dicho escrito el autor hace una presentación de los siete bioprocesos microbianos que requerirán un desarrollo biotecnológico en los próximos años para poder ser usados en la resolución de los problemas medioambientales a los que nos enfrentamos. Además propone que para esos bioprocesos sean efectivos a escala global deberían estudiarse mecanismos para su diseminación entre los diferentes ecosistemas. Como no hay mal que por bien no venga, para dicha diseminación global podría ser muy útil tomar como modelo la forma en la que se diseminan los genes de resistencia a los antibióticos. También se propone que se usen fagos modificados para transmitir dichas capacidades. Supongo que eso no quita para que a su vez se desarrolle un "mecanismo de seguridad" que permita remover dichas capacidades metabólicas una vez se ha resuelto el problema medioambiental, aunque eso no se comenta en el artículo.

Aquí tenemos los siete bioprocesos y el problema que podrían resolver.

1.- Rutas metabólicas no-fotosintéticas de captura del CO₂. Permitiría reducir los niveles de CO₂ atmosférico y de otros gases de efecto invernadero. En este artículo tenemos un ejemplo.

2.- Expresión de proteínas "capturadoras" de agua en bacterias del suelo resistentes a la desecación. De esa forma se permitiría incrementar la humedad en los ecosistemas áridos y se lucharía contra la desertificación. La actinobacteria Rhodococcus jostii RHA1 podría ser un ejemplo.

3.- Rutas metabólicas para la mineralización completa de los plásticos / Expresión de adhesinas que permitan la floculación de los plasticos. Permitiría lidiar con el creciente problema de acumulación de plásticos en los ecosistemas marinos. En la primera categoría tendríamos a Ideonella sakaniensis y su capacidad de degradar PET. En la segunda categoría, la acción de los microorganismos permitiría la inertización de los plásticos evitando la liberación de CO₂ al ser biodegradados.

4.- Rutas metabólicas para la biodegradación completa de fármacos e interruptores endocrinos. Estas capacidades metabólicas permitirían eliminar a esas moléculas de las cadenas tróficas. Hay algunas ejemplos en los que se han usado hongos en biorreactores para eliminar interruptores endocrinos (endocrine disruptors) de las aguas residuales, así que un avance sería transferir esas capacidades metabólicas a bacterias que fueran mucho más eficientes.

5.- Rutas de fijación de nitrógeno insensibles al oxígeno / Expresión de enzimas fijadoras del nitrógeno en plantas. Esto permitiría un mayor rendimiento agrícola, pero sobre todo permitiría que disminuyera el uso del proceso Haber-Bosch, por lo que las actividades agrícolas serían más sostenibles (indirectamente se disminuiría las emisiones de CO₂ ya que para el proceso Haber se necesita usar gas natural para producir la energía necesaria). Quizás esta sea una de las áreas donde mayor cantidad de trabajo se ha realizado.

6.- Diseño de micoorganismos hiperacumuladores de fosfato. Después del nitrógeno, el fosfato es el segundo factor limitante en los procesos agrícolas. Casi todo el fosfato se extrae de minas y éste suele acabar al final en los mares o en los sedimentos. Estos microorganismos permitirían recuperar los fosfatos tanto de los ecosistemas marinos como de los sedimentos.

7.- Diseñar microorganismos despolimerizadores de lignina / Microorganismos inertizadores de lignina. Con la lignina tenemos un problema parecido al de los plásticos. Nos puede interesar el diseño de microorganismos capaces de descomponer el polímero de lignina en sus monómeros para que luego puedan ser usados en otros procesos biotecnológicos, o nos puede interesar volver a la lignina en algo completamente recalcitrante y que no contamine.

Como puede verse, los biotecnólogos ambientales van a tener un montón de trabajo

¿Podrías acabar con un alien utilizando CRISPR?

Sin duda, Alien es el endoparásito más famoso. Una vez que el facehugger ha cumplido su trabajo no hay manera de sacar al embrión del hospedador. Éste se desarrollará y finalmente encontrará su camino hacia fuera.

Hay ciertas bacterias patógenas que se comportan como auténticos "aliens" ya que son parásitos intracelulares. Se introducen en las células y una vez allí se multiplican hasta que acaban con ellas. Los patógenos intracelulares suponen un problema cuando hay que tratar las infecciones que provocan, ya que es difícil para los antibióticos alcanzar el interior de nuestras células. Este problema se hace mucho mayor si esas bacterias parásitas son además resistentes a los antibióticos. ¿Cómo podemos deshacernos de ellas?

En un reciente artículo del Trends in Biotechnology, Adrienne C. Greene propone que se pueda utilizar la tecnología CRISPR para desarrollar un nuevo tipo de sustancias antimicrobianas que se podrían adaptar al patógeno que deben eliminar, aunque éste haya desarrollado una resistencia antimicrobiana, y que además fueran totalmente específicos evitando así dañar a la microbiota comensal. Todo muy bonito pero hay un pequeño problema. ¿Cómo hacer llegar un complejo macromolecular de RNA y proteína con un tamaño de unos 160 kD hasta el interior de una bacteria objetivo? Un abordaje que se ha intentado con éxito es el siguiente. En primer lugar diseñar un complejo CRISPR/RNA capaz de eliminar un gen esencia de un patógeno. Después codificar ese complejo CRISPR/RNA en un fásmido. De esa forma el complejo queda encapsulado en una cápsida de fago que luego es usado para infectar a la bacteria objetivo. Una vez dentro, el complejo CRISPR/RNA se encarga de destruir genes esenciales y acabar con el patógeno.

Ahora esta idea se quiere llevar un paso más allá combiando los fásmidos CRISPR y la nanotecnología para eliminar patógenos intracelulares. El problema a solventar es cómo dirigir a esos fásmidos hasta las células objetivo y hacerlos entrar para que acaben con la bacteria. En la figura de abajo se muestra la idea. En A tenemos el fásmido que codifica para el complejo CRISPR/RNA y que es específico de la bacteria patógena. En B, los fásmidos son encapsulados en partículas de sílice. Dichas partículas serían funcionalizadas con una membrana (C) en la que se dispondrían péptidos y proteínas diseñadas para unirse a las células infectadas (D). Una vez dentro de la célula los fagos serían liberados y se unirían a las bacterias patógenas (E) introduciéndoles el complejo CRISPR y matándolas (F) sin afectar a la célula hospedadora.

La idea tiene muchas ventajas. Los fagos son muy específicos por lo que no afectarían a la microbiota normal. Además, se podrían diseñar las partículas para que solo reconocieran a las células infectadas y no a otras. Pero también es verdad que hay un poco de "cuento de la lechera". La nanotecnología necesaria para elaborar esas partículas funcionalizadas donde irán encapsulados los fagos todavía no existe. El problema es que los fagos son muy variables en morfología y un diseño de cápsula que permita la utilización para un fago no tiene porque valer para otro. Otro problema es encontrar el fago que sea capaz de unirse al patógeno que queremos eliminar. Para ello se necesitan avances en las tecnologías de cribado (screening) de fagos que permitan encontrar una aguja en un pajar de forma rápida, sencilla y barata.

Como dice el autor del artículo, la pregunta que queda al final es cómo adaptar una idea que funciona en el laboratorio al tratamiento de las futuras amenazas infecciosas. Y quien sabe, quizás diseñar en el futuro un fásmido anti-alien.

Teixobactina: cuando lo artificial es mejor que lo natural

Eleftheria terrae, una betaproteobacteria productora del antibiótico teixobactina. Origen de la imagen: Science News

En el año 2015 se descubrió la teixobactina, un nuevo tipo de antibiótico producido por la bacteria Gram negativa Eleftheria terrae. Lo más sobresaliente de la teixobactina era que su mecanismo de acción era distinto al de otros antibióticos. Inhibía la función de los lípidos II y III en el transporte de los precursores del peptidoglicano desde el citoplasma al exterior de la célula. Esa especificidad tan grande permitía suponer que no iba a ser fácil que aparecieran resistencias frente a dicho antibiótico.

Mecanismo de actuación de la teixobactina. Clikear para ampliar. A la izquierda se representa une esquema de la bacteria Gram negativa Eleftheria terrae secretando el antibiótico y éste uníéndose a las moléculas objetivo (rectángulo con la palabra TEIX). A la derecha tenemos una visión ampliada del mecanismo de acción sobre el lípido II y el lípido III que se encuentran localizados en la membrana plasmática. El interior celular estaría en la parte inferior y el exterior en la superior. En el esquema representan de manera simplificada los pasos de síntesis de los monómeros que formarán el peptidoglicano (hexágonos azules y verdes) y de los monómeros que formarán los ácidos teicoicos (elipses rojas y azules).  También se muestra el sitio de unión de la vancomicina (rectángulo rojo), que aunque afecte a la misma molécula, lo hace en un lugar diferente. Fuente: Sci-news.com 

Pero hay otros factores a tener en cuenta para que una molécula que se descubre de una bacteria del suelo llegue hasta los estantes de las farmacias. Uno de los principales es la cantidad de antibiótico que se puede obtener de un cultivo del microorganismo productor. Y aquí había dos inconvenientes: el primero es que Eleftheria terrae no es precisamente un buen microorganismo industrial de fácil crecimiento, el segundo es que la teixobactina no era sencilla de purificar a partir de los cultivos de dicha bacteria.

Evidentemente más de un grupo se ha puesto a buscar formas de producir mayor cantidad del antibiótico. Una por ejemplo es clonar los genes responsables de la biosíntesis del antibiótico en otro microorganismo que sea mucho más fácil de crecer en condiciones industriales. Otros han buscado formas de purificar más eficientemente el antibiótico. Y finalmente hay otra forma: sintetizar la teixobactina de forma artificial.

La síntesis de antibióticos artificiales no es nueva. El cloranfenicol originariamente fue descrito como un antibiótico producido por Streptomyces venezuelae, pero ahora resulta mucho más barato producirlo enteramente mediante síntesis química. Quizás pueda suceder lo mismo con la teixobactina, aunque sea un depsipéptido macrocíclico algo complejo. De hecho, las primeras pruebas para sintetizar químicamente la teixobactina no funcionaron ya que uno de los aminoácidos precursores, la enduracidina, era muy difícil de obtener.

Síntesis artificial del cloranfenicol. Fuente: Michigan State University

Pero el grupo liderado por Ishwar Singh, de la Universidad de Lincoln en el Reino Unido ha encontrado que la enduracidina puede ser sustituida por otro tipo de aminoácidos, incluyendo aminoácidos apolares como la leucina o la valina. Lo que se obtiene no es exactamente la teixobactina natural ya que su composición química es distinta, pero las nuevas moléculas funcionan igual de bien frente a las bacterias. Pero las ventajas son evidentes. Los aminoácidos utilizados son muchísimo más baratos y esto permite pensar en que probablemente se establecerá una ruta de síntesis química para producir industrialmente los análogos de teixobactina. Eso permitirá que en breve se pueda pensar en diseñar ensayos clínicos con humanos.

Teixobactina natural (izquierda) y teixobactina sintética (derecha). En rojo se indican  los D-aminoácidos y en negro los L. En azul se indica la posición de la enduracina en la teixobactina natural. En la artificial, dicho aminoácido se ha sustituido por la leucina. Fuente: Parmar et al. 2017.

Además, este avance ha permitido entender en parte como puede ser el mecanismo de acción de la teixobactina. Hasta ahora se pensaba que los aminoácidos catiónicos que presenta eran los responsables de su actuación, pero los aminoácidos usados no están cargados, así que eso parece indicar que las cargas catiónicas no están involucradas en la unión al objetivo molecular. Una nueva vía de investigacións e abre.

Teixobactina: lo importante no es el pez, sino la red con la que se ha pescado.

Estructura de la teixobactina, un nuevo tipo de antibiótico. Fuente: Wikipedia

El descubrimiento de un nuevo antibiótico, la teixobactina, ha merecido la atención tanto de diversos medios de comunicación como de la blogosfera (Un par de ejemplos: Teixobactina, el “superantibiótico” de Bioamara, Teixobactina: algo más que el antibiótico del futuro, post de Ciencias y Cosas ). Sin desmerecer la importancia de dicho descubrimiento, a mí lo que me parece realmente importante no es el qué han descubierto, sino el cómo lo han descubierto. En ese sentido coincido más con el post A New Antibiotic That Resists Resistance de Ed Yong.

En este blog ya hemos hablado en numerosas ocasiones sobre el creciente problema de las resistencias a los antibióticos. Nombres como estafilococo MRSA, tuberculosis-XDR, Klebsiella NDM-1 empiezan a ser cada vez más comunes y temidos en los hospitales de todo el mundo. Las voces más pesimistas incluso hablan de que la sanidad pública podría volver a una situación similar a la de 1900, cuando no existía ningún tipo de sustancia antibiótica y padecer una infección podía significar una convalecencia larga e incluso la muerte.

Porcentaje de aislamiento de cepas resistentes de distintas especies bacterianas en los países europeos. Fuente ECDC

La mayor parte de los diferentes tipos de sustancias antibióticas fueron descubiertas entre los años 40 y 60 del pasado siglo. A partir de entonces cada vez ha sido más difícil encontrar alguna sustancia con utilidad terapéutica. No es que no sea sencillo encontrar una sustancia que mate a las bacterias. Lo difícil es encontrar una que mate a los patógenos pero que no afecte a nuestras células. En ese sentido la penicilina es el mejor ejemplo de un buen antibiótico. Lo que hace es inhibir la síntesis de peptidoglicano que forma la pared bacteriana. Y como nuestras células no poseen peptidoglicano no se ven afectadas por la penicilina. Es decir, un buen antibiótico inhibe o interfiere en un proceso vital exclusivo de las bacterias. Eso es lo que ocurre también con otros antibióticos como por ejemplo el cloranfenicol, la tetraciclina o la estreptomicina. En estos casos, esas moléculas inhiben la biosíntesis proteica mediante su unión al ribosoma y bloqueando el proceso de traducción. Como los ribosomas de las bacterias son algo diferentes a los ribosomas de nuestras células, esos antibióticos no nos afectan.

Esquema de los distintos sitios donde actúan los diferentes tipos de antibióticos que afectan a las bacterias. Actualmente existen resistencias frente a todos ellos. Fuente: Medical Reference Net

¿Cómo se vuelven resistentes las bacterias? Hay varios tipos de mecanismos. En el caso de la penicilina la resistencia suele ser debida a la producción de un tipo de enzima, las betalactamasas, que destruye al antibiótico. En otros casos lo que hace la bacteria es producir una proteína de membrana que expulsa al antibiótico del citoplasma. Y en otros lo que ocurre es que debido a una mutación se modifica el sitio de unión del antibiótico. Por ejemplo, si hay una mutación en algún componente del ribosoma, el antibiótico ya no puede unirse y no inhibe la traducción. El proceso de cómo la resistencia a un antibiótico se extiende entre las bacterias patógenas es uno de los mejores ejemplos de evolución darwiniana. El antibiótico elimina a las bacterias sensibles y sólo quedan las resistentes, que ahora tienen todo el hábitat para ellas solas. Este es uno de los motivos por los que nos estamos quedando sin antibióticos.

Algunos mecanismos de resistencia a los antibióticos. Las enzimas que inactivan a los antibióticos pueden hacerlo mediante su degradación o mediante una alteración química que evite que luego se una a su objetivo. estas enzimas pueden encontrarse en el exterior de la célula, como es el caso de las beta-lactamasas que destruyen a las penicilinas. Fuente: Encyclopaedia Britannica

Otro de los motivos ya lo hemos indicado antes. Es muy difícil encontrar una sustancia que mate bacterias y sea inocua para nosotros. Para determinar cual sustancia es válida y cual no, no sólo hay que encontrarla, hay que probarla. Y eso significa invertir dinero, mucho dinero, en experimentos y ensayos clínicos. Ese también es un problema, porque si una compañía farmacéutica invierte dinero en desarrollar un producto luego va a querer venderlo y sacar beneficio. Si el antibiótico no va a ser efectivo al cabo de poco tiempo debido a la aparición de resistencias, a lo mejor no le interesa nada investigar en ese campo ya que no va a cubrir la inversión dedicada al desarrollo del antibiótico (de sacar beneficios ni siquiera hablamos). Así que desarrollar nuevos antibióticos no parece que sea algo muy interesante para las compañías farmacéuticas.

Línea temporal del descubrimiento de las distintas clases de antibióticos. Fuente: Medscape. 

En esta gráfica se muestran tres tipos distintos de información. En primer lugar el número de compañías farmacéuticas que investigaban en antibióticos en 1990 (18 compañías) y las que quedaban en el 2011 (4 compañías). En segundo lugar, la cantidad de nuevos antibióticos aprobados para su uso (línea azul), y finalmente el porcentaje de aislamientos de cepas resistentes a los antibióticos. MRSA (Staphylococcus aureus resistente a meticilina). VRA (Enterococcus resistente a vancomicina) y FQRP (Pseudomonas resistente a fluoroquinolonas). Fuente Nature.

Y sin embargo esos nuevos antibióticos son muy necesarios. Uno de los caminos que se está intentando es encontrar sustancias frente a las cuales la aparición de resistencias sea muy difícil. Pero encontrar dichas sustancias no es un camino de rosas. Los antibióticos son generalmente producidos por microorganismos que habitan en los suelos y este tipo de seres vivos no son nada fáciles de crecer en el laboratorio. De hecho se asume que en condiciones ideales solo se puede crecer a una especie de cada cien presentes en una muestra (en parte porque los microbiólogos hemos metido la pata durante 120 años). Así que quizás la sustancia que se busca sea producida por una de esas noventa y nueve especies que no crece. Se han intentado diferentes estrategias y tecnologías como por ejemplo la metagenómica para encontrar al menos los genes que producen dichos antibióticos.

Un iChip desenterrado del suelo donde se ha incubado. Fuente: Nature

Pues bien, el equipo de la compañía biotecnológica estadounidense NovoBiotic Pharmaceuticals liderado por el científico Kim Lewis de la Northeastern University de Boston, ha utilizado una tecnología que puede permitir crecer a esos microorganismos incultivables y poder así encontrar esos nuevos antibióticos. Se trata del iChip. Esta tecnología fue desarrollada en el año 2010 y ya se especulaba con que podría ser una herraienta muy eficaz para encontrar sustancias de interés biotecnológico, como así ha sido. El iChip consiste en unas micro-celdillas que contenían unas membranas semipermeables. Las microceldillas con las bacterias se enterraban en el suelo. De esa forma se podían introducir las bacterias para tenerlas en un entorno controlado, manteniéndolas al mismo tiempo en contacto con su ambiente natural para así disponer de cualquier factor de crecimiento que necesitaran y pudieran desarrollarse normalmente. Lo curioso es que las bacterias que crecen en el iChip luego pueden ser crecidas en el laboratorio a mayor escala. El iChip es como un paso previo de enriquecimiento. Así, han conseguido cultivar hasta un 50% de las bacterias presentes en la muestra.

Como funciona un iChip. Una muestra de suelo es diluida en agua y el iChip se sumerge en esa suspensión (a). La dilución asegura que en cada celdilla sólo haya un microorganismo (b). Después se ponen las membranas semipermeables en la parte superior e inferior (círculos transparentes) y estas son sujetadas gracias a un sistema de pinzado con tornillos (c). Una vez montado el iChip se entierra en el mismo suelo de donde se tomó la muestra. De esa forma los microorganismos estarán en el mismo ambiente de donde fueron recogidos y los factores de crecimiento o cualquier nutriente que requieran, podrá permear a través de las membranas y permitir que crezca el microorganismo. Pero como están encerrados en una celdilla, no se mezclarán entre si. En este enlace puedes ver un vídeo con una animación sobre el iChip. Fuente: Science 2.0

Crecer a las bacterias fue la primera parte, la segunda fue comprobar si producían un antibiótico. Para ello analizaron 10.000 cepas de bacterias, y comprobaron su actividad antimicrobiana frente a la bacteria Staphylococcus aureus MRSA. Así dieron con 25 especies que conseguían inhibir a la bacteria patógena. De ellas una, la bacteria Gram negativa Eleftheria terrae, producía un compuesto muy interesante y activo. Tan activo que Kim Lewis llegó a pensar que habían encontrado un detergente que simplemente destruía las membranas de cualquier tipo de célula. Pero afortunadamente no era así. El compuesto fue analizado y se comprobó que era un nuevo tipo de antibiótico. Ha sido bautizado como teixobactina (*). Se trata antibiótico peptídico, en concreto un depsipéptido macrocíclico. E. terrae lo biosintetiza mediante la condensación de una serie de D y L aminoácidos gracias a dos Peptido-Sintetasas no ribosómicas (eso no es tan raro, la penicilina es también un producto de una condensación de tres aminoácidos). La teixobactina ha mostrado actividad frente a otros patógenos como Clostridium difficile, causante de la colitis pseudomembranosa, Bacillus anthracis, que provoca el carbunco (aunque ahora le llamen ántrax), contra Enterococcus faecalis resistente a vancomicina, contra Streptococcus pneumonia resistente a penicilina y contra Mycobacterium tuberculosis. Incluso han probado en ratones que la teixobactina se puede usar exitósamente para combatir infecciones experimentales provocadas por S. aureus MRSA o por S. pneumoniae.

Infección experimental con S. aureus MRSA. Cada barra representa la supervivencia  tras 48 horas de un grupo de 6 ratones a los que se les inyectó una dosis letal de bacteria y posteriormente una dosis de antibiótico vancomicina o teixobactina (cantidades indicadas en el eje X). Nótese que con 0,5 mg/kg de teixobactina se consigue el 100% de supervivencia de los 6 ratones, mientras que con la vancomicina solo ha sobrevivido un ratón. Fuente: Ling et al. 2015 Nature.

Sin embargo, la propiedad más llamativa de la teixobactina es que parece ser un antibiótico contra el cual no va a ser fácil que se origine una resistencia. De hecho el título del artículo del Nature es el siguiente: A new antibiotic kills pathogens without detectable resistance ¿Es eso posible o es una exageración?

En el artículo de Ed Yong se utiliza una frase de Leslie Orgel para dar respuesta a esa pregunta: La evolución es mucho más lista que tú. A largo plazo acabarán apareciendo microorganismos resistentes a la teixobactina. De hecho, ya los hay. Todas las bacterias Gram negativas son Son resistentes naturales a este nuevo antibiótico. Un ejemplo, la MIC de S. aureus es de 0,25 microgramos por mililitro mientras que la de E. coli es de 25. El motivo es que las Gram negativas tiene una membrana externa que impide que la teixobactina llegue al lugar donde ejerce su acción. La teixobactina es una molécula bastante grande, unas tres veces más grande que la penicilina para hacernos una idea, y quizás sea esa la razón por la que no puede atravesar esa membrana externa.

Estructura de la pared celular de las bacterias Gram positivas (izquierda) y las Gram negativas (derecha). La pared celular rodea a la membrana plasmática (plasma membrane). Ambas paredes contienen una capa de peptidoglicano, un polímero compuesto de un polisacárido lineal de acetil-glucosamina y acetil murámico, entrecruzado por cadenas de aminoácidos (el monómero se muestra en la parte inferior). Pero en las Gram negativas la capa de peptidoglicano está rodeada por una membrana externa (Outer lipid membrane). Otra diferencia entre ambas es que las capas de peptidoglicano de las Gram positivas está "reforzado" por largas cadenas de ácidos teicoicos (lipotheicoic acid). Fuente: Sigma-Aldrich.

Pero lo que se espera es que no suceda algo como lo que ocurrió con el linezolid, en el que un año después de haber sido aprobado ya se describieron las primeras resistencias. Las esperanzas es retrasar la aparición de esas resistencias el mayor tiempo posible. Algo similar a lo que ocurrió con la vancomicina. Dicho antibiótico fue descubierto en 1953 y hasta finales de la década de los 80 no se describieron las primeras cepas resistentes. La vancomicina y la teixobactina tienen algo en común: actúan sobre el mismo tipo de molécula inhibiendo la síntesis de la pared celular de las bacterias. Ambas se unen a un precursor de la pared celular denominado lipido II. Pero además, la teixobactina también se une a otro precursor denominado lípido III. Vamos a intentar explicar su acción con una analogía que ya he utilizado anteriormente. Podemos imaginar que la pared de una Gram positiva es como un muro de hormigón armado. El peptidoglicano sería el cemento y los ácidos teicoicos serían las varillas de acero. Siguiendo con la analogía, las fábricas que hacen el cemento y las varillas está en el citoplasma de la bacteria. Pero la pared está en el exterior de la célula, así que esos componentes deben de ser transportados allí, y una vez fuera, es donde polimerizan (donde fraguan por seguir con el símil).

Mecanismo de actuación de la teixobactina. Clikear para ampliar. A la izquierda se representa une esquema de la bacteria Gram negativa Eleftheria terrae secretando el antibiótico y éste uníéndose a las moléculas objetivo (rectángulo con la palabra TEIX). A la derecha tenemos una visión ampliada del mecanismo de acción sobre el lípido II y el lípido III que se encuentran localizados en la membrana plasmática. El interior celular estaría en la parte inferior y el exterior en la superior. En el esquema representan de manera simplificada los pasos de síntesis de los monómeros que formarán el peptidoglicano (hexágonos azules y verdes) y de los monómeros que formarán los ácidos teicoicos (elipses rojas y azules).  También se muestra el sitio de unión de la vancomicina (rectángulo rojo), que aunque afecte a la misma molécula, lo hace en un lugar diferente. Fuente: Sci-news.com 

Queda claro que los componentes del muro deben de atravesar la membrana celular. Pues bien, las moléculas responsables del traslado desde el citoplasma al exterior de la membrana son el lípido II y el lípido III. Continuando con la analogía son como unos camiones de transporte, el lípido II sería una hormigonera porque lleva el precursor del peptidoglicano y el lípido III es un trailer con el precursor del ácido teicóico. La teixobactina se une a esos lípidos y evita el transporte. Digamos que destruye los camiones que llevan el material de construcción. Esa especificidad en actuar sobre ese tipo de moléculas es lo que hace pensar que no va a ser fácil que se desarrollen mecanismos de resistencia frente a la teixobactina. Voy a intentar explicarlo desde lo que yo considero el mecanismo más improbable a lo más probable:

• Bombas de expulsión del antibiótico. La teixobactina actúa en el exterior de la célula, no en su interior, así que este tipo de resistencia no puede darse. Es una típica resistencia para antibióticos que inhiben la síntesis proteica.


• Resistencia por alteración de la diana por mutación genética. Muy improbable. Un ejemplo lo tenemos en algunos resistentes a la penicilina. Los beta-lactámicos actúan mediante su unión al centro activo de la enzima que polimeriza el peptidoglicano. Si sucede una mutación que afecta a la estructura del centro activo de forma que evita que se una la penicilina ya tenemos un resistente. Pero un lípido no puede modificarse por una mutación genética como le puede ocurrir al centro activo de una enzima. 


• Resistencia por alteración de la ruta metabólica Muy improbable. El ejemplo son los resistentes a las sulfonamidas, antibióticos que inhiben la ruta de síntesis del ácido fólico. Lo que hacen las cepas resistentes es tomar el fólico del hospedador. La ruta de síntesis del peptidoglicano es una de las más conservadas en todo el dominio Bacteria. Además la teixobactina actúa sobre un transportador, no sobre una enzima metabólica. 


• Resistencia por entrada alterada Poco probable. Como hemos visto la pared celular de los Gram negativos tiene una membrana externa que impide que la teixobactina llegue a la membrana plasmática. En los Gram positivos no existe esa membrana, sin embargo es cierto que algunos de ellos presentan cápsulas polisacarídicas a veces extraordinariamente complejas, como es el caso de las micobacterias, y quizás podría darse ese caso. Pero que yo sepa no ha sido descrito un mecanismo de este tipo en Gram positivos 


• Alteración enzimática de la diana Poco probable. Este es el mecanismo de resistencia a la vancomicina. Si nos fijamos en la figura anterior donde se señála el lugar de acción de la teixobactina y de la vancomicina sobre el lípido II veremos que es algo distinto. La vancomicina se une a la cola de aminoácidos unidos al disacarido de acetil-glucosamina y acetil murámico,(el monómero del peptidoglicano). En la resistencia a la vancomicina hay unas enzimas (VanA, B y C) que modifican algo las cargas de ese monómero, de manera que la vancomicina no se une, pero el monómero puede ser usado en la polimerización del peptidoglicano. La teixobactina se une a la cabeza polar del lípido transportador. Si se modifica dicha cabeza a lo mejor la teixobactina ya no se une, pero a lo mejor el lípido ya no puede cumplir su función. 


• Degradación o alteración enzimática del antibiótico La más probable en mi opinión. Es el caso de las betalactamasas que destruyen a las penicilinas. Como se ha señalado antes la teixobactina es un depsipéptido macrocíclico, pero no deja de ser un péptido. Y las actividades enzimáticas que destruyen los enlaces peptídicos son muy frecuentes en la naturaleza. De hecho, una de las críticas que se ha hecho al trabajo ha sido la de no comprobar si había resistentes a la teixobactina en el mismo suelo de donde partió la muestra. Normalmente si encuentras un antibiótico en un sitio, encuentras al resistente en el mismo lugar.

Esperemos que efectivamente no les sea fácil desarrollar resistencias contra la teixobactina a las bacterias patógenas sensibles a ella. Como ya hemos dicho en otras ocasiones, la humanidad necesita nuevos antibióticos.



(*) En inglés teixobactin se pronuncia Tayco-back-tin, y es una referencia a "adelgazar a los ácidos teicoicos". El nombre de Eleftheria terrae significa "libre de la tierra" y hace referencia a la manera en que ha sido cultivada gracias al iChip.


Esta entrada participa en la XLIII edición del Carnaval de la Química alojado en el blog La Ciencia de la Vida